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| Equipement nécessaire sur le terrain |
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Le filet entomologique se présente sous des formes assez variées selon les fournisseurs. Il se compose par exemple d’un manche télescopique, ou bien démontable en plusieurs parties, ou bien encore fixe de 1 m à 2 m environ, à l’extrémité duquel se fixe un cercle métallique de 30 à 50 cm de diamètre pourvu d’une poche en nylon, en polyester ou en gaze plus ou moins longue et de couleur variée (blanche, verte, noire…). La partie de la poche s’insérant dans le cercle doit être renforcée afin d’éviter l’usure prématurée de cette dernière, qui est due au fauchage de la partie supérieure de la végétation. De même, la poche doit être translucide afin de permettre la localisation de l’insecte. Enfin, elle doit être suffisamment profonde pour permettre de bloquer l’insecte dans le fond de la poche en tournant d’un quart de tour le manche immédiatement après la capture, évitant ainsi sa fuite.
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La loupe aplanétique (pliante, achromatique, à superposition…) est utile pour contrôler in situ, et après capture, les critères fins de certains individus d’identification délicate. Ces loupes sont peu encombrantes et se replient dans un étui protecteur. Les grossissements utiles à l’odonatologue vont de 10 x à 20 x. Attention au diamètre des lentilles qui doit être aussi grand que possible (en général de 20 millimètres) pour une utilisation aussi aisée que possible sur le terrain. Ces loupes sont disponibles dans les magasins optiques, les fournisseurs de matériels entomologiques, etc.
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Pour les personnes déjà bien familiarisées à l’identification des Odonates, des jumelles à mise au point rapprochée permettent dans certains cas d’assurer la reconnaissance de l’individu observé (surtout lorsqu’il est posé). Elles sont aussi utiles pour observer les mouvements et autres comportements de ces insectes ou bien encore pour détecter leur présence dans un secteur éloigné de l’observateur. Il existe différentes marques, modèles de jumelles, permettant une vision allant de l’infini jusqu’à environ deux mètres. Certaines d’entres elles permettent la mise au point entre 1,30 m et 1,50 m.
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Appareils photos numériques |
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Un appareil photo numérique, adapté à la prise de vue rapprochée, est fortement recommandé. Bien sûr pour obtenir des images des habitats aquatiques et de leur environnement, des espèces in situ, mais aussi pour conserver une preuve de la présence de telle ou telle espèce particulière, afin d’en assurer l’éventuelle validation si un doute existe sur son identification. Éviter les captures préalables et « traitements » variés de l’individu pour le maintenir immobile lors de la prise de vue. Les documents issus de telles méthodes ne reflètent souvent pas un comportement ou une posture naturelle de l’animal. Une multitude d’appareils existe sur la marché : du plus économique à l’équipement professionnel ; nous y reviendrons ultérieurement sur ce site.
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Un guide d’identification de terrain s’avère absolument nécessaire, même si, avec l’expérience, vous arriverez rapidement à reconnaître de plus en plus d’espèces. Il est important d’avoir en main un guide (ou plusieurs) aussi complets que possible englobant un territoire plus vaste que celui que l’on étudie. En effet, la faune odonatologique n’est pas forcément aussi stable dans le temps et dans l’espace qu’on pourrait le croire. L’immigration de nouvelles espèces (pas forcément prises en compte dans les guides naturalistes) réclame une grande vigilance lors des identifications et, dans certains cas, nécessitent la comparaison avec des spécimens de référence. Soyez donc prudents si vous désirez acheter un ouvrage illustré « grand public » sur les libellules ou traitant, des animaux liés aux milieux aquatiques ou bien encore ceux présentant différents ordres d’insectes. Quatre points importants sont à prendre en considération :
-Toutes les espèces de libellules sont-elles représentées ?
-Les femelles, les individus immatures et les formes particulières sont-ils figurés ?
-Existe-t-il des clés d’identification présentant plusieurs critères pour chaque espèce ?
-Des compléments d’information sont-ils figurés dans le texte pour chacune des espèces citées (critères de reconnaissance complémentaires (à la clé), période de vol, nature des habitats colonisés, éléments de biologie, répartition, espèces proches…) ?
De belles illustrations sont bien sûr indispensables mais ne résolvent pas tout ! Vous l’avez deviné, ces conseils s’adressent essentiellement aux débutants qui sont aisément influençables par l’attrait de la facilité.
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Carnet de terrain, formulaire d'observation... |
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Le carnet de terrain, une feuille de relevé odonatologique ou bien encore un ordinateur de poche, tablette PC, PDA permettront d’indiquer toutes les informations relatives à l’observation (noms du ou des observateurs, lieux précis, date, nom de l’espèce, comportement, effectifs, etc.). Ils constitueront l’équipement de base qui pourra être, si nécessaire, complété par d’autres accessoires et matériels.
Un modèle de formulaire d'observation des Odonates de France est disponible dans le menu "Boîte à outils" "Formulaire d'observation"
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Les exuvies sont récoltées à l’aide d’une pince souple (pourvu d’un cordon afin d’éviter de la perdre) puis placées dans une boite en polyéthylène semi-rigide (type congélation) qui sera, à la fin du prélèvement, rapidement placée durant 24 heures dans un congélateur (élimination des araignées logées dans les exuvies afin d’éviter le tissage de soie sur l’ensemble des exuvies récoltées). Ne pas oublier de mettre dans la boîte une étiquette indiquant le lieu précis et la date de récolte. Si besoin, un canoë ou une petite barque (proscrire les canots pneumatiques trop fragiles) faciliteront la récolte des exuvies tout en respectant les berges et assurera une meilleure visualisation des exuvies présentes. (les règles de sécurité en la matière devront être scrupuleusement respectées). Comme pour les adultes, il faudra prévoir un ouvrage d’identification destiné à la reconnaissance des stades préimaginaux. (voir ouvrages utiles). Un matériel optique (loupe aplanétique ou mieux une loupe binoculaire) et quelques petits outils (pince fine, pinceau, etc.) seront nécessaires pour réaliser l’identification dans un local adapté (cabinet de travail, laboratoire).
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L’étude des larves, souvent réservé au spécialiste ou à l’hydrobiologiste, réclame une démarche nécessitant un cabinet de travail ou un petit laboratoire, parfois des dispositifs d’élevage.
L’outil principal est le filet troubleau. Comme son nom l’indique, il est destiné à la récolte des animaux vivant dans l’eau ou sur l’eau. Il se compose d’un manche très robuste en une seule partie, d’un cercle également très solide en fer ou en aluminium d’environ 30 cm de diamètre, pourvu d’une solide poche nylon présentant un vide de maille de 800 à 300 microns selon le cas. Proscrire les poches traditionnelles en toile de jute qui pourrissent rapidement, dont la couleur sombre ne facilite pas l’observation des larves et dont le vide de maille, très irrégulier au bout de quelques utilisations, est suffisamment important pour laisser échapper les larves de petites tailles (Certains filets troubleaux, davantage destinés à l’échantillonnage, se rapprochent « d’outils standards » comme le filet type GBnetsPro. (ouverture sub-rectangulaire de 26 cm par 30 cm, vide de maille de 300 microns).
Il existe de nombreux outils dérivés du filet troubleau ; en fait, adaptés à des utilisations particulières : minis troubleaux et autres dispositifs filtrant. En effet, dans certains cas (microhabitats divers : suintements, rivières peu profondes encombrées d’obstacles, etc.), l’utilisation du filet troubleau traditionnel est alors difficile, voir impossible. Il est alors possible de se confectionner un outil adapté (manche en bois de 40 cm, cercle d’un diamètre de 10 cm et poche nylon au format) ou bien d’utiliser différents ustensiles de cuisine comme les passoires (type passoires à riz métalliques).
Le matériel de prélèvement doit être complété, pour le tri des récoltes, par un grand bac en plastique blanc ou une nappe plastique blanche, dans lequel on déposera le contenu du filet troubleau. Le bac devra être légèrement incliné afin de permettre aux insectes récoltés de suivre le ruissellement vers la partie basse du bac. Une ou plusieurs pinces souples (une par personne) tenues par un cordon afin d’en éviter la perte, permettront d’en extraire les larves d’Odonates qui sortiront peu à peu des débris végétaux et autres matières qui ont été prélevés lors du brassage de l’eau avec le troubleau. Certaines larves ne sortent qu’au bout de plusieurs minutes (parfois bien davantage) et il est donc utile de remuer les débris afin de favoriser leur découverte.
Ensuite, il existe trois possibilités :
- Les larves d’Anisoptères proches de la fin de leur développement peuvent parfois être identifiées in situ. L’expérience de l’odonatologue, la bonne connaissance de la faune locale, des critères bien visibles à l’aide d’une loupe aplanétique ou bien encore l’habitus particulier de l’insecte permet parfois d’obtenir une identification sûre in situ.
- Il est possible d’élever les larves pour obtenir ensuite les immatures qui seront alors plus aisément identifiables que les larves. Cette technique est particulièrement utile pour les Zygoptères dont l’identification des larves est souvent particulièrement délicate et dont le développement larvaire est généralement rapide. Les larves sont transportées dans un bocal avec des plantes humides (à l’abri de toute chaleur) puis mis en élevage. La nourriture est constituée par des vers de vase, du « fouillis » ou du zooplancton (daphnies). Il est important de placer un support permettant l’émergence de la larve et surveiller deux fois par jours s’il y a eu des émergences. Après identification, les immatures seront relâchés à proximité immédiate de l’endroit où ils ont été récoltés. Dans tous les cas, un étiquetage précis (localité, date, etc.) doit suivre chacun des exemplaires prélevés.
- La troisième possibilité, utilisée notamment par les entomologistes et les hydrobiologistes, est le prélèvement et la conservation des larves pour examen ultérieur à l’aide du matériel optique et des outils nécessaires. Plusieurs autres dispositifs et méthodes peuvent être utilisés pour échantillonner les populations larvaires en fonction des caractéristiques physiques des milieux étudiés, des objectifs des recherches et des moyens disponibles (systèmes lumineux aquatiques, substrats artificiels, etc.).
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